frontières de la science vétérinaire

Introduction

Les Invertébrés comprennent environ un million d’espèces animales conservées à la fois dans des institutions zoologiques et dans des ménages où ils sont élevés à la main comme animaux de compagnie exotiques (1). Les gastéropodes comprennent près de 60 000 espèces de mollusques aquatiques et terrestres, principalement des escargots et des limaces (1). L’escargot terrestre africain géant (Achatina fulica, syn., Lissachatina fulica) est originaire d’Afrique de l’est, mais c’est une espèce envahissante répandue en Asie, en Océanie et plus récemment en Amérique, où elle a été introduite accidentellement ou délibérément comme source de nourriture et comme animal de compagnie. Son rejet dans les écosystèmes naturels, les zones agricoles et urbaines a entraîné des menaces écologiques, sanitaires et agricoles (2, 3). L’escargot terrestre africain géant est un hôte intermédiaire pour plusieurs parasites dont Aelurostrongylus abstrusus, Angiostrongylus cantonensis, Angiostrongylus costaricensis, Schistosoma mansoni, Hymenolepis spp., et Fasciola hepatica (4, 5). Tous les helminthes, à l’exception de A. abstrusus, sont capables de causer des maladies graves chez l’homme. Plus précisément, l’escargot terrestre africain géant est le principal gastéropode responsable de la propagation mondiale de A. cantonensis qui cause la méningo-encéphalite éosinophile humaine en Asie et en Amérique (2, 6). Les facteurs de risque d’infection chez les humains, les animaux domestiques et les animaux sauvages par ces parasites helminthes comprennent l’ingestion d’escargots ou de limaces infectés crus ou insuffisamment cuits, ou d’aliments contaminés par la boue d’escargots ou de limaces infectés (4, 5, 7, 8).,

bien que les escargots terrestres géants africains soient parmi les escargots les plus populaires détenus comme animaux de compagnie, et que leur popularité mondiale en tant qu’animaux exotiques augmente rapidement, seules quelques enquêtes ont été menées sur l’apparition de leurs parasites dans des conditions naturelles (2, 6, 9-11). L’objectif de cette enquête était d’étudier la présence de parasites chez des escargots terrestres africains Géants élevés comme animaux de compagnie dans le sud de l’Italie.,

matériaux et méthodes

données générales

en août 2018, trois pools d’échantillons fécaux frais provenant d’un total de 60 escargots terrestres géants africains, conservés dans trois collections privées différentes situées à Pozzuoli, Caserta et Naples (Italie), ont été étudiés pour rechercher des parasites. De chaque localité, nous avons obtenu un bassin de matières fécales de 20 escargots individuels chacun. Les escargots inclus dans cette enquête avaient un âge médian de 1,6 ans allant de 0,2 à 2 ans et n’avaient reçu aucun traitement antiparasitaire antérieur., Les escargots ont été nourris avec des légumes et des fruits frais; en outre, une supplémentation en poudre de calcium (Calcium, Exo Terra, Hagen Deutschland GmbH & Co. KG, Holm, Allemagne) a été fourni deux fois par semaine. Tous les animaux ont été élevés en Italie, appartenant à des particuliers et gardés comme animaux de compagnie dans quatre terrariums intérieurs de 60 × 30 × 45 cm, en groupes de 10 à 20 animaux (2 groupes de 20 escargots à Pozzuoli et Caserta et 2 groupes de 10 escargots chacun à Naples)., Un sol de tourbe organique (Organic Coco-Peat Soil, e-Coco Products, Gloucestershire, UK), préalablement traité thermiquement (100°C pendant 30 min) puis exempt de parasites et d’insectes, a été utilisé comme substrat.

procédures de Diagnostic

vingt grammes de matières fécales fraîches ont été initialement obtenus dans chacun des quatre terrariums., Lorsque les fèces groupées analysées par frottis frais, la flottation et le test de Baermann ont montré une positivité pour les nématodes rhabditidés, deux escargots de chaque terrarium positif ont été logés individuellement dans une boîte en plastique stérile et leurs fèces ont été collectées, immédiatement après la défécation, dans un tube en plastique stérile de 50 ml. L’examen coprologique pour les échantillons groupés et individuels comprenait un frottis frais, une flottation centrifuge (2 g de fèces pour chaque test) à l’aide d’une solution de sucre et de formaldéhyde (densité 1,27) et un test de Baermann (10 g de fèces pour chaque test)., De plus, le mucus obtenu lors d’un frottis frais a été analysé au microscope optique. Étant donné que les formes larvaires de plusieurs espèces d’helminthes peuvent enkyster à l’intérieur du muscle du pied des escargots, l’examen histologique des échantillons de biopsie prélevés dans les zones antérieure et postérieure du muscle du pied a été effectué chez 30 escargots, anesthésiés avec la technique décrite par Giannelli et al. (12) et Gilbertson et Wyatt (13)., Les échantillons de biopsie ont été fixés dans du formol tamponné au phosphate neutre à 10% et traités par des méthodes de routine en blocs de paraffine découpés en sections de 3 µm d’épaisseur et colorés avec de l’hématoxyline et de l’éosine. L’étude a été réalisée sous la permission du cabinet où elle a eu lieu et sous le consentement éclairé écrit et signé du propriétaire.

Identification morphologique

des montages temporaires ont été réalisés par des nématodes qui tuent la chaleur sur des lames de verre dans une goutte d’eau, après quoi un couvercle de verre a été appliqué., Les nématodes ont été transférés dans une goutte d’eau du robinet sur une lame de verre et placés sur un appareil de chauffage (100°C) pendant 10 s. ces spécimens ont été utilisés pour l’identification morphologique. Un microscope optique AMPLIVAL, Carl Zeiss Jena, et un Diaplan Leitz avec optique Nomarski ont été utilisés pour l’observation., L’identification morphologique des nématodes rhabditidés a suivi Andrassy (14) et Andrassy (15) et elle était principalement basée sur la morphologie du pharynx et de la stomie, et du système reproducteur, principalement les caractéristiques des spicules, le nombre et la position des papilles ou la présence et la taille ou la forme de la bourse pour les mâles; et la forme de la queue, la position de la vulve et la morphologie du système reproducteur pour les femelles. L’identification des larves était basée sur la forme de la queue.

analyse moléculaire

L’ADN a été extrait de spécimens de nématodes obtenus à partir de matières fécales fixées dans de l’éthanol à 96% prélevé dans les trois localités., Les nématodes ont été lavés dans de l’eau double distillée (ddH2O) pendant une nuit, avant l’analyse moléculaire, pour éliminer complètement les résidus d’éthanol. Chaque nématode individuel a été transféré dans un tube stérile D’Eppendorf (200 µl) avec 20 µl de tampon d’extraction (17,7 µl de ddH2O, 2 µl de tampon PCR concentré de 10×, 0,2 µl de 1% Entre 20 et 0,1 µl de protéinase K). Le tampon et les nématodes ont été congelés à -20°C pendant 20 min, puis incubés immédiatement à 65°C pendant 1 h, puis 10 min à 95°C., Les lysats ont été refroidis sur de la glace puis centrifugés (2 min, 9 000 g); 1 µl de surnageant a été utilisé pour la PCR.

un fragment d’ADNR contenant les régions d’espacement transcrites internes (ITS1, 5.8 S, ITS2) a été amplifié à l’aide des amorces 18S: 5′-TTG ATT ACG TCC CTG CCC TTT-3′ (avant), et 28S: 5′-TTT CAC TCG CCG TTA CTA AGG-3′ (arrière) (16). Un fragment d’ADNR contenant le gène de l’ARNr 18S a été amplifié à l’aide d’amorces 22F: 5′- TCC AAG GAA GGC AGC AG GC-3′ (avant) et 1080jr: 5′- TCC TGG TGG TGC CCT TCC GTC AAT TTC-3′ (arrière) (17). Le mélange principal de PCR se composait de: ddH2O, 7.,25µl; tampon PCR 10×, 1,25 µl; désoxynucléoside triphosphates (dNTPs), 1 µl; 0,75 µl d’amorce avant et arrière; polymérase, 0,1 µl; et 1 µl d’extrait D’ADN. La PCR profils ont été utilisés comme suit: pour SON 1er cycle de 94°C pendant 7 min, puis 35 cycles de 94°C pendant 60 s, 50°C pendant 60 s et 72°C pendant 60 s, et une élongation finale à 72°C pendant 7 min (14); pour les-18 ANS 1 cycle de 94°C pendant 5 min, suivie de 35 cycles de 94°C pendant 60 s, 55°C pendant 90 s et 72°C pendant 2 min et une élongation finale à 72°C pendant 10 min., Les produits PCR ont été séquencés par GATC Biotech (Allemagne), puis édités et téléchargés sur GenBank (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/).

résultats

Le test de Baermann a révélé la présence de larves de nématodes, dont la longueur variait de 170 à 336 µm, dans tous les échantillons. Les œufs, les larves et les nématodes rhabditidés adultes ont été détectés par frottis frais et par flottation dans tous les échantillons fécaux. Rhabditella axei (Figure 1) a été identifiée morphologiquement à partir de deux des trois échantillons fécaux groupés et individuels de Pozzuoli et de Naples. En outre, Rhabditis terricola, Cruznema sp.,, et pristionchus entomophagus ont été isolés à partir d’un bassin et d’échantillons fécaux individuels de Caserte. Aucun parasite n’a été détecté dans les échantillons de biopsie musculaire ou dans le mucus.

Plusieurs types morphologiques de nématodes rhabditidés ont été isolés dans des excréments d’escargots fixés dans de l’éthanol à 96%. Les séquences obtenues et éditées de ITS et de 18S de ces nématodes ont été comparées (BLAST) avec le matériel de GenBank et identifiées comme étant R. axei (18S partiels, numéro D’accession MK124578, similitude 99%), Rh., terricola (partiel 18S et partiel ITS1, numéro d’adhésion MK156052, similitude 100%), p. entomophagus (partiel 18S et partiel ITS1, numéro D’adhésion MK156050, similitude 99%) et Cruznema sp. (partiel 18S et partiel ITS1, numéro d’adhésion MK156051, similitude 96-100%).

Discussion

les résultats de cette étude indiquent que tous les escargots terrestres géants africains examinés pondent des œufs, des larves et des nématodes rhabditidés adultes dans les fèces et peuvent donc représenter une source d’infection pour d’autres animaux de compagnie et les humains. Afin d’éviter les erreurs d’identification avec Strongyloides sp.,, une espèce de nématodes présentant une grande ressemblance avec les rhabditidés qui a une pertinence zoonotique parasitaire évidente (14, 15, 18), le diagnostic morphologique initial des nématodes rhabditidés a été confirmé par des analyses moléculaires.

Les Rhabditidae comprennent des nématodes saprophytes libres, largement présents dans le sol et les débris organiques où ils se nourrissent principalement de bactéries. De nombreuses espèces d’escargots peuvent servir d’hôtes définitifs pour les nématodes rhabditidés (14, 15). Cependant, un certain nombre D’espèces de Rhabditis et de Rhabditella ont été associées à des vertébrés, y compris des humains (14, 15, 19-27)., Bien que leur présence puisse être le résultat d’une contamination de l’environnement, ces nématodes peuvent causer des maladies chez de nombreux animaux et humains. Rhabditis elongata, Rh. hominis, et Rh. les larves d’usuii ont été isolées des excréments humains, de l’urine et des écouvillons vaginaux (19-21). Néanmoins, peu de cas d’infections symptomatiques ont été rapportés chez l’homme (21-24). Feng et Li (25) ont décrit deux cas humains d’infection urinaire par R. axei en Chine, et Ahn et al. (20) ont signalé cinq cas humains d’infection intestinale par Rhabditis sp. dans les enfants des écoles rurales de Corée du Sud., De même, deux cas d’infection intestinale humaine par R. axei ont été décrits en Chine (26), tandis qu’un autre travail publié (21) a signalé un cas d’infection intestinale chez un enfant brésilien de 5 mois qui présentait de la fièvre et une diarrhée aqueuse et sanglante; l’examen coprologique a révélé des œufs, des larves et des adultes de Rhabditis sp. Meamar et coll. (27) ont décrit la survenue d’une diarrhée aqueuse chez deux patients Iraniens atteints du SIDA, associée à une infection intestinale sévère par des larves et des spécimens adultes de R. axei. Enfin, Teschner et coll., (24) a récemment décrit un cas d’infection du conduit auditif externe chez un homme de 37 ans présentant une otorrhée purulente des deux oreilles et une perte auditive aiguë causée par Rhabditis sp. En général, Rhabditis spp. sont considérés comme une cause fréquente d’otites externes chez les bovins vivant dans les zones tropicales (par exemple, L’Amérique du Sud et L’Afrique), en particulier chez les animaux plus âgés, et ont également été identifiés chez les poulets, les chiens et les porcs atteints de diarrhée incoercible (18, 28-30). Cependant, des infections asymptomatiques ont également été décrites et ces nématodes sont souvent considérés comme des pseudoparasites (28, 29).,

bien que des nématodes libres aient été retrouvés dans tous les échantillons fécaux, aucun spécimen n’a été trouvé dans les échantillons de mucus et histologiques. Une explication possible de cette découverte est que les nématodes peuvent se localiser dans différents tissus/organes de leurs hôtes, selon le type d’association nématode / mollusque hôte (15, 31, 32). Rhabditis spp. terminez son cycle de vie à l’intérieur de l’Escargot, sans endommager son hôte mollusque. Études antérieures sur les escargots africains en liberté (Archachatina spp. et Achatina sp.) a révélé que R., axei vit dans le tractus gastro-intestinal de son hôte Escargot où tout le cycle de vie des nématodes est terminé (31-33).

bien que les escargots géants africains soient répertoriés comme hôtes de R. axei, la présence de ce nématode n’a été signalée que chez quelques espèces d’escargots géants africains autres que A. fulica, à savoir Archachatina marginata ovum, Ar. marginata saturalis, et Achatina achatina (31). D’autre part, p. entomophagus a une distribution mondiale et a été principalement associée à des bousiers appartenant à la super-famille Scarabaeoidea (34, 35), R., terricola a été trouvé chez les salamandres (14, 15) et Cruznema spp. dans le Grillon gryllodes laplatae (Orthoptera) (36). Dans tous les cas, la transmission du parasite se fait par contact des escargots avec un sol humide contaminé riche en matière organique en décomposition (31, 37). Bien que, dans les cas actuels, tous les animaux aient été gardés dans des terrariums avec un sol organique traité thermiquement, nous supposons que l’infection a pu se produire avant l’achat des animaux dans les animaleries ou les installations d’élevage.,

En conclusion, nos résultats indiquent que les escargots terrestres africains géants peuvent servir de réservoir à plusieurs nématodes rhabditidés. Cette espèce d’escargot est parmi les plus couramment gardés comme animaux de compagnie, et donc vivent souvent à proximité des humains. En conséquence, la contamination de l’environnement domestique par leurs excréments est possible. Bien que les nématodes parasites n’aient pas été isolés dans cette étude, les escargots terrestres géants africains devraient tout de même être considérés comme des porteurs potentiels de nématodes capables de causer des maladies opportunistes chez l’homme., Par conséquent, nous soulignons l’importance de poursuivre la recherche épidémiologique sur l’apparition de nématodes en liberté et parasites chez les escargots gastéropodes gardés en captivité, et soulignons la nécessité de mesures de contrôle strictes pour réduire le risque d’infection opportuniste par des nématodes rhabditidés chez les propriétaires d’escargots de compagnie.

contributions des auteurs

Dd’O et MS ont conçu et planifié l’analyse. MS et JN ont effectué l’analyse. CA a contribué à façonner la recherche et a édité le manuscrit. Tous les auteurs ont fourni des commentaires critiques et ont contribué au manuscrit final.,

déclaration de conflit d’intérêts

Les auteurs déclarent que la recherche a été menée en l’absence de toute relation commerciale ou financière pouvant être interprétée comme un conflit d’intérêts potentiel.

PubMed Abstract | Google Scholar